Efectos de la concentración de glucosa sobre la activación de la movilidad espermática en bocachico Prochilodus magdalenae (Pisces, Characiformes)

Contenido principal del artículo

Autores

Gregorio Martínez Víctor Atencio G Sandra Pardo C

Resumen

 

 Objetivo. Determinar la concentración de glucosa no activadora de la movilidad espermática como componente de futuros diluyentes para la crioconservación de semen de Prochilodus magdalenae. Materiales y métodos. Se analizó semen inactivo de tres machos obtenido por inducción hormonal. Una submuestra de 0.25 μL de semen de cada macho fue depositada sobre una cámara de Makler y evaluada usando diferentes concentraciones de glucosa (0, 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9 y 10%) mediante la adición de 75 μL de cada solución sobre el semen (n=3). De cada solución se determinó la osmolaridad, siendo de 0, 62, 124, 186, 250, 310, 360, 410, 472, 536 y 620 mOsm/kg, respectivamente, así como la del plasma seminal (~250–300 mOsm/kg). Mediante el software Sperm Class Analyzer (SCA) se determinó la velocidad curvilínea (VCL) y recta (VSL) (μm/seg), movilidad rápida (%), media (%) y lenta (%) y el porcentaje de espermatozoides inmóviles. El tiempo de activación de la movilidad (segundos) se obtuvo por cronometraje y visualización bajo microscopio de campo claro. Resultados. Concentraciones de 0 a 5% de glucosa produjeron activación de la movilidad espermática, no obstante, a partir de glucosa al 6% no fue detectada activación visual; sin embargo, SCA detectó movilidad total (7.2%), VCL (5.1 μm/seg) y VSL (1.7 μm/seg). A partir de glucosa al 7% el SCA detectó 100% de inmovilidad, no adquirida posteriormente con agua destilada. Conclusiones. La concentración de glucosa tiene efecto determinante en la viabilidad y activación de semen fresco. Una concentración de 6% de glucosa puede ser utilizada como solución no activadora de la movilidad espermática en futuros diluyentes para la crioconservación de semen de esta especie.

Palabras clave:

Detalles del artículo

Referencias

1. Mojica I. Lista preliminar de las especies de peces dulceacuícolas de Colombia. Rev Acad Col Cienc Exac Fís y Nat 1999; 23:547-566.

2. INPA: Instituto Nacional de Pesca y Acuicultura. Boletín estadístico pesquero colombiano de 1995 (ed. by INPA). Publicaciones INPA-MADR, Santa fe de Bogotá. 1995.

3. Horváth A, Miskolczi E, Urbány B. Cryopreservation of common carp sperm. Aquat Living Resour 2003; 16(5):457-460. https://doi.org/10.1016/S0990-7440(03)00084-6

4. Yang H, Hazlewood L, Walter RB, Tiersch TR. Effect of osmotic inmobilization on refrigerated storage and cryopreservation of sperm from a viviparous fish, the green swordtail Xiphosphorus helleri. Cryobiology 2006; 52(2):209-218. https://doi.org/10.1016/j.cryobiol.2005.11.002

5. Bolsover RS, Hyams JS, Shephard EA, White HA, Wiedemann CG. Cell Biology. 2a ed. USA: John Wiley & Sons, Inc. 2004.

6. Krasznai Z, Marian T, Izumi H, Damjanovich S, Balkay L, Tron L, Morisawa M. Membrane hyperpolarization removes inactivation of Ca2+ channels, leading to Ca2+ influx and subsequent initialization of sperm motility in the common carp. Proc Natl Acad Sci USA 2000; 97:2052-2057. https://doi.org/10.1073/pnas.040558097

7. Viveiros ATM, Lock EJ, Woelders H, Komen J. Influence of cooling rates and plunging temperatures in an interrupted slow-freezing procedure for semen of the African catfish, Clarias gariepinus. Cryobiology 2001; 43:276-287. https://doi.org/10.1006/cryo.2001.2362

8. Pegg D. Principles of cryopreservation. En: Day JG, Stacy GN, editors. Cryopreservation and Freeze-Drying Protocols. Totowa NJ: Human Press Inc; 2007. https://doi.org/10.1007/978-1-59745-362-2_3

9. Jiang Z, Li Q, Li W, Hu J, Zhao H, Zhang S. Effect of low density lipoprotein on DNA integrity of freezing–thawing boar sperm by neutral comet assay. Anim Reprod Sci 2007; 99:401-407. https://doi.org/10.1016/j.anireprosci.2006.08.022

10. Tabares CJ, Tarazona A, Olivera A. Fisiología de la activación del espermatozoide en peces de agua dulce. Rev Col Cienc Pec 2005; 18: 149-161.

11. Linhart O, Cosson J, Mims SD, Shelton WI, Rodina M. Effects of ions on the motility of fresh and demembranated paddlefish (Polyodon spathula) spermatozoa. Reproduction 2002; 124:713-719. https://doi.org/10.1530/rep.0.1240713

12. Alavi SMH, Cosson J. Sperm motility in fishes: (II) Effects of ions and osmotic pressure. Cell Biol Int 2006; 30:1–14. https://doi.org/10.1016/j.cellbi.2005.06.004

13. Ciereszko A, Glogowski J, Dabrowski K. Biochemical characteristics of seminal plasma and spermatozoa of freshwater fishes. En: Tiersch TR and Mazik PM, editores. Cryopreservation in Aquaculture Species. Baton Roue, Louisiana: World Aquaculture Society; 2000.

14. Inaba K. Molecular architecture of sperm flagella: molecules for motility and signaling. Zool Sci 2003; 20:1043-1056. https://doi.org/10.2108/zsj.20.1043

15. Ingermann RL. Energy metabolism and respiration in fish spermatozoa. En: Alavi SMH, Cosson JJ, Coward K y Raffie C, editors. Fish spermatology. Oxford, UK: Alpha Science International Ltda.; 2008.

16. Shimoda E, de Andrade DR, Vásquez- Vidal M, Shigueky-Yasui G, Straggiotti- Sliva JF, Pereira-Godinho H, Souza G. Efeitos da osmolaridade sobre a motilidade espermática na Piabanha Brycon insignis. Revista Ceres 2007; 54 (315):430-433.

17. Ortiz-Mu-oz V, Álvarez-León R. Caracterización de la tolerancia ambiental de las comunidades ícticas en subsidiarios de los ríos Cauca y Magdalena, Colombia. Memoria de la Fundación La Salle de Ciencias Naturales. 2008; 68:7-20.

18. Cosson J. The ionic and osmotic factors controlling motility of fish spermatozoa. Aquaculture 2004; 12:69–85. https://doi.org/10.1023/B:AQUI.0000017189.44263.bc

19. Martins GB, Piedras SRN, Pouey JLOF, Robaldo RB. Qualidade espermática de jundiá sob salinidades reduzidas. XVIII Congreso de iniciación científica, XI Encuentro de pos-graduacao y I Mostra científica. Brazil: Universidade Federal de Pelotas; 2009. URL Disponible en: http://www.ufpel. tche.br/cic/2009/cd/biologicas.html . 2563

20. Alavi SMH, Rodina H, Policar T, Linhart O. Relationship between semen characteristics and body size in Barbus barbus L. (Teleostei: Cyprinidae) and effects of ions and osmolality on sperm motility. Comp Biochem Physiol A Mol Integr Physiol 2009a; 153:430–437. https://doi.org/10.1016/j.cbpa.2009.04.001

21. Alavi SMH, Rodina M, Policar T, Kozak P, Psenicka M, Linhart O. Semen of Perca fluviatilis L: sperm volume and density, seminal plasma indices and effects of dilution ratio, ions and osmolality on sperm motility. Theriogenology 2007; 68:276–283. https://doi.org/10.1016/j.theriogenology.2007.05.045

22. Alavi SMH, Rodina M, Viveiros ATM, Cosson J, Gela D, Boryshpolets S, Linhart O. Effects of osmolality on sperm morphology, motility and flagellar wave parameters in Northern pike (Esox lucius L.). Theriogenology 2009b; 72:32–43. https://doi.org/10.1016/j.theriogenology.2009.01.015

23. Legendre M, Cosson J, Alavi SMH, Linhart O. Sperm motility activation in the euryhaline tilapia Sarotherodon melanotheron heudelotii (Dumeril, 1859) acclimatized to fresh, sea or hypersaline waters. Cybium 2008; 32(2):181–182.

24. Hu J, Zhang Y, Zhou R, Zhang Y. Changes in extracellular osmolality initiate sperm motility in freshwater teleost rosy barb Puntius conchonius. Theriogenology 1995; 72:704–710. https://doi.org/10.1016/j.theriogenology.2009.05.009

25. Thorogood J, Blackshaw A. Factors affecting the activation, motility and cryopreservation of the spermatozoa of the yellowfin bream, Acanthopagrus australis (Günter). Aquacult Res 2008; 23:377–344.

Descargas

La descarga de datos todavía no está disponible.