Obtención, caracterización y evaluación de dos preparados candidatos a probióticos desarrollados con residuos agroindustriales

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Autores

José E. Miranda-Yuquilema http://orcid.org/0000-0003-4817-5777 Alfredo Marin-Cárdenas Davinia Sánchez-Macías Yaneisy García-Hernández http://orcid.org/0000-0002-7055-4880

Resumen

Objetivo. Obtener, caracterizar y evaluar dos biopreparados desarrollados a partir de melaza de caña de azúcar - vinaza de naranja fermentados con levaduras y/o bacterias ácido lácticas. Materiales y métodos. Se utilizó un diseño completamente aleatorizado con cinco repeticiones por tratamiento. Los tratamientos evaluados fueron: T1, Lactobacillus acidophilus, Lactobacillus bulgaricus, Streptococcus thermophilus y T2, las bacterias anteriores más Saccharomyces cerevisiae y Kluyveromyces fragilis (L-4 UCLV). En un sustrato compuesto por melaza- vinaza se inocularon los microorganismos anteriormente mencionados y estos fueron incubados a 37ºC por 24 h. Se les determinaron a los biopreparados los parámetros fisicoquímicos, microbiológico y se realizaron las pruebas in vitro para evaluar la capacidad probiótica. Resultados. Ambos biopreparados presentaron un color marrón oscuro, dulzón y con pH inferior a 4. El comportamiento bromatológicos y microbiológicos fueron mayores (p>0.05) en el T2. En ambos biopreparados la viabilidad fue superior a 92%. En pruebas in vitro, ambos biopreparados fueron resistentes a pH ácido, sales biliares, amplio espectro de actividad antimicrobiana y efecto inhibitorio a la E. coli, Salmonella spp. y S. aureus. Conclusión. Los biopreparados obtenidos a partir de melaza de caña de azúcar-vinaza de naranja fermentados con levaduras y/o bacterias ácido lácticas demostraron propiedades físicoquímicas, microbiológicas apropiadas para productos probióticos. En las pruebas in vitro, se demostró su efecto potencial como probiótico.

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Referencias

1. Giang H, Viet T, Ogle B, Lindberg J. Effects of different probiotic complexes of lactic acid bacteria on growth performance and gut environment of weaned piglets. Livest Sci 2010; 133(1):182–184. https://doi.org/10.1016/j.livsci.2010.06.059

2. Lyberg K, Lundh T, Pedersen C, Lindberg J. Influence of soaking, fermentation and phytase supplementation on nutrient digestibility in pigs offered a grower diet based on wheat and barley. Anim Sci 2006; 82(06):853–858. https://doi.org/10.1017/ASC2006109

3. Corr S, Li Y, Riedel C, O'Toole P, Hill C, Gahan G. Bacteriocin production as a mechanism for the antiinfective activity of Lactobacillus salivarius UCC118. Proc Natl Acad Sci USA 2007; 104(18):7617–7621. https://doi.org/10.1073/pnas.0700440104

4. Begum M, Li HL, Hossain MM, Kim IH. Dietary bromelain-C.3.4.22.32 supplementation improves performance and gut health in sows and piglets. Livest Sci 2015; 180:177–182. https://doi.org/10.1016/j.livsci.2015.07.013

5. Yadav S. Bajagai, Athol V. Klieve, Peter J. Dart, Wayne L. Bryden. Probiotics in animal nutrition – Production, impact and regulation. Editor Harinder P.S. Makkar. Paper No. 179. FAO, Animal Production and Health: Rome; 2016.

6. De MAN JC, ROGOSA M, SHARPE ME. A medium for the cultivation of lactobacilli. J Appl Microbiol 1960; 23(1):130–135 https://doi.org/10.1111/j.1365-2672.1960.tb00188.x

7. Miranda-Yuquilema J.E. Evaluación del efecto probiótico en dos biopreparados obtenidos a partir de cultivo mixto de bacterias lácticas y levaduras. [Tesis M.Sc]. Universidad Central "Marta Abreu" de Las Villas: Santa Clara, Cuba; 2016.

8. Dadvar P, Dayani O, Mehdipour M, Morovat M. Determination of physical characteristics, chemical composition and digestion coefficients of treated lemon pulp with Saccharomyces cerevisiae in goat diet. J Anim Physiol Anim Nutr 2015; 99(1):107–113. https://doi.org/10.1111/jpn.12204

9. AOAC. International Headquarters 2275 Research Blvd, Rockville: Maryland, USA; 2014.

10. Ortiz A, Reuto J, Fajardo F, Sarmiento S, Aguirre A, Arbeláez G, Gómez D. Evaluación de la capacidad probiótica "in vitro" de una cepa nativa de Saccharomyces cerevisiae. Univ Sci. 2008; 13(2):138-148.

11. Rodríguez-González M. Aislamiento y selección de cepas del género Lactobacillus con capacidad probiótica e inmunomoduladora. [Tesis Ph.D. en Ciencias]. Universitat Autònoma de Barcelona: Barcelona, Espa-a; 2009.

12. Heather K, Uri Y, Torey L, Meggan B, Thomas A. Treatment, promotion, commotion: antibiotic alternatives in food-producing animals. Curr Trends Microbiol 2013; 21(3):114-119. https://doi.org/10.1016/j.tim.2012.11.001

13. Rezzillo C, Codo R, Sánchez D, Pinto D, Marzani B, Filannino P, et al Lactic acid fermentation as a tool to enhance the functional features of Echinacea spp. Microb Cell Fact 2013; 12:44. https://doi.org/10.1186/1475-2859-12-44

14. Sourav B, and Arijit D. Study of and Cultural Parameters on the Bacteriocins Produced by Lactic Acid Bacteria Isolated from Traditional Indian Fermented Foods. Am J Food Techno 2010; 5(2):111-120. https://doi.org/10.3923/ajft.2010.111.120

15. Duncan DB. Multiple range and multiple F test. Biometric 1955; 11(1):1-42. https://doi.org/10.2307/3001478

16. Marin-Cárdenas A. Desarrollo de la tecnología de producción del BIOPRANAL. [Tesis Ph.D en Ciencias]. Universidad Central de Las Villas: Villa Clara, Cuba; 2008.

17. Jurado Gámez H, Ramírez C, Martínez J. Evaluación in vivo de Lactobacillus plantarum como alternativa al uso de antibióticos en lechones. Rev MVZ Córdoba. 2013; 18:3648-3657. https://doi.org/10.21897/rmvz.131

18. Sánchez L, Omura M, Lucas A, Perez T, Llanez M, Ferreira C. Cepas de Lactobacillus spp. con capacidades probióticas aisladas del tracto intestinal de terneros neonatos. Rev Salud Animal 2015; 37(2):94-104.

19. Iyer R, Tomar S, Umamaheswari T, Singh R. Streptococcus thermophilus: a multifunctional lactic acid bacterium. Int Dairy J 2010; 20(3):133–141. https://doi.org/10.1016/j.idairyj.2009.10.005

20. Le Blanc J.G., Sybesma, W., Starrenburg, M., Sesma, F., de Vos, W.M., de Giori, S. et al, Supplementation with engineered Lactococcus lactis improves the folate status in deficient rats. Nut 2010; 26(7):835–841. https://doi.org/10.1016/j.nut.2009.06.023

21. Nazef L, Belguesmia Y, Tani A, Prévost H, Drider D.Identification of lactic acid bacteria from poultry feces: evidence on anti-Campylobacter and anti-Listeria activities. Poult Sci 2008; 87(2):329-334. https://doi.org/10.3382/ps.2007-00282

22. Patil A K, Kumar S, Verma A K, Baghel P S. Probiotics as Feed Additives in Weaned Pigs. Livest Res Int 2015; 3(2):31-39.

23. Jacela Y, De Rouchey J, Tokach M, Goodband R, Nelssen J, Renter D, Dritz S. Feed additives for swine: Fact sheets – prebiotics and probiotics, and phytogenics. J Swine Health Prod 2010; 18(3):132-136. https://doi.org/10.4148/2378-5977.7067

24. Pajarillo E, Chae J, Balolong M, Kim H, Kang D. Assessment of fecal bacterial diversity among healthy piglets during the weaning transition. J Gen Appl Microbiol 2014; 60(4):140‒146. https://doi.org/10.2323/jgam.60.140

25. Pérez M, Laurencio M, Rondón A, Milian G, Bocourt R, Arteaga F. Actividad antimicrobiana de una mezcla probiótica de exclusión competitiva y su estabilidad en el tiempo. Rev Salud Animal 2011; 33(3):147-153.

26. Khalil R, El Bahloul Y, Djadouni F, Omar S. Isolation and partial characterization of a bacteriocin produced by a newly isolated Bacillus megateriun 19 strain. PJN 2009; 8(3):242-250. https://doi.org/10.3923/pjn.2009.242.250

27. Klayraung S, Viernstein H, Sirithunyalug J, Okonogi S. Probiotic properties of lactobacilli isolated from thai traditional food. Sci. Pharm 2008; 76(3):485–503. https://doi.org/10.3797/scipharm.0806-11

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