Uso de disacáridos y carbón activado para preservar consorcios de bacterias ruminales celulolíticas liofilizadas

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Autores

Javier Texta Nogueda https://orcid.org/0000-0003-3191-502X Paulino Sánchez-Santillán http://orcid.org/0000-0001-8639-1476 David Hernández Sánchez https://orcid.org/0000-0002-3281-5840 Nicolás Torres Salado https://orcid.org/0000-0002-3439-1228 Maria Crosby Galvan https://orcid.org/0000-0003-2826-0632 Jeronimo Herrera Pérez https://orcid.org/0000-0002-0337-8266 Rafael Adelaido Rojas-García https://orcid.org/0000-0002-5617-5403

Resumen

Objetivo. Determinar la fermentación in vitro de consorcios bacterianos ruminales celulolíticos (CBC) conservados por liofilización usando carbón activado, maltosa y lactosa como preservadores. Materiales y métodos. Un CBC se aisló de fluido ruminal de una búfala de agua en medios selectivos celulolíticos. Los CBC se liofilizaron con carbón activado (CA), lactosa (LA) o maltosa (MA) como preservadores y sin preservador (SP). El diseño experimental fue completamente al azar para medir biogás a diferentes intervalos de tiempo; así como, un diseño completamente al azar con arreglo factorial 4x3, los factores fueron preservadores (SP, CA, LA y MA) y tiempo de fermentación (24, 48 y 72 h) para pH, nitrógeno amoniacal (N-NH3), degradación de materia seca (DMS) y de fibra detergente neutro (DFDN), actividad enzimática celulasas y la población de bacterias totales. Resultados. LA produjo mayor biogás acumulado a las 72 h y parcial a partir de las 12 h (p≤0.05). SP no mostró diferencias (p>0.05) en celulasas, conteo de bacterias total, DMS y DFDN en los tiempos de fermentación evaluados con el resto de los preservadores. Conclusiones. La producción de biogás parcial y acumulada, el aumento en la tasa de degradación de 8.3 y 91.1 % en la DMS y DFDN de las 24 a 72 h (p≤0.05) con el preservador LA, muestran que la lactosa puede usarse como preservador de bacterias celulolíticas ruminales.

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Referencias

1. Morales-García YE, Duque E, Rodríguez-Andrade O, de la Torre J, Martínez-Contreras RD, Pérez-y-Terrón R, y Muñoz-Rojas J. Bacterias preservadas, una fuente importante de recursos biotecnológicos. Biotecnología. 2010; 14(02):11-29. https://www.researchgate.net/profile/Jesus_Munoz-Rojas/publication/235901617_Bacterias_Preservadas_una_Fuente_Importante_de_Recursos_Biotecnologicos/links/0912f513faa98c769b000000.pdf

2. Boge L, Västberg A, Umerska A, Bysell H, Eriksson J, Edwards K, et al. Freeze-dried and re-hydrated liquid crystalline nanoparticles stabilized with disaccharides for drug-delivery of the plectasin derivative AP114 antimicrobial peptide. J Colloid Interface Sci. 2018; 522:126–135. DOI: https://doi.org/10.1016/j.jcis.2018.03.062

3. Krumnow AA, Sorokulova BI, Olsen E, Globa L, Barbaree MJ, and Vodyanoy JV. Preservation of bacteria in natural polymers. J Microbiol Methods. 2009; 78(2):189–194. DOI: https://doi.org/10.1016/j.mimet.2009.05.017

4. Sánchez-Santillán P, Cobos-Peralta MA, Hernández-Sánchez D, Álvarado AI, Espinosa-Victoria D, y Herrera-Haro JG. Use of activated carbon to preserve lyophilized cellulolytic bacteria. Agrociencia 2016; 50(5):575-582. https://www.colpos.mx/agrocien/Bimestral/2016/jul-ago/art-3.pdf

5. Carvalho AS, Silva J, Ho P, Teixeira P, Malcata FX, and Gibbs P. Effects of Various Sugars Added to Growth and Drying Media upon Thermotolerance and Survival throughout Storage of Freeze-Dried Lactobacillus delbrueckii ssp. Bulgaricus. Biotechnol. 2004; 14(10): 248−254. DOI: https://doi.org/10.1016/j.idairyj.2004.02.001

6. Lenne T, Bryanta G, Garveyb CJ, Keiderlingc U, Kosterd KL. Location of sugars in multilamellar membranes at low hydration. Physica B. 2006; 385-386(2):862–864. DOI: https://doi.org/10.1016/j.physb.2006.05.127

7. Hubalek Z. Protectants used in the cryopreservation of microorganisms. Cryobiology. 2003; 46(3):205–229. DOI: https://doi.org/10.1016/S0011-2240(03)00046-4

8. Lu Y, Huang L, Yang T, Lv F, Lu Z. Optimization of a cryoprotective medium to increase the viability of freeze-dried Streptococcus thermophilus by response surface methodology. Food Sci Technol. 2017; 80:92-97. DOI: http://dx.doi.org/10.1016/j.lwt.2017.01.044

9. Poszytek K, Ciezkowska M, Sklodowska A, Drewniak L. Microbial consortium with high cellulolytic activity (mchca) for enhanced biogas production. Front Microbiol. 2016; 7:324-334. DOI: https://doi.org/10.3389/fmicb.2016.00324

10. Sánchez-Santillán P, Cobos-Peralta MA. In vitro production of volatile fatty acids by reactivated cellulolytic bacteria and total ruminal bacteria in cellulosic substrate. Agrociencia. 2016; 50(5):565-574. https://www.colpos.mx/agrocien/Bimestral/2016/jul-ago/art-2.pdf

11. INEGI. Anuario estadístico y geográfico de los Estados Unidos Mexicanos. Instituto Nacional de Estadística Geografía e Informática. (Acceso el 01 de octubre de 2018). URL disponible en www.beta.inegi.org.mx/app/areasgeograficas/?ag=12023

12. NOM-062-ZOO-1999. Norma Oficial Mexicana, Especificaciones técnicas para la producción, cuidado y uso de los animales de laboratorio. Servicio Nacional de Sanidad, Inocuidad y Calidad Agroalimentaria. SENASICA, México. 22 de agosto de 2001. URL disponible en https://www.gob.mx/cms/uploads/attachment/file/203498/NOM-062-ZOO-1999_220801.pdf.

13. AOAC. Official Methods of Analysis (19th) Association of official Analytical Chemist. Arlington (VA), Washington DC: AOAC; 2012. http://www.aoac.org/aoac_prod_imis/AOAC_Docs/OMA/OMA19Revisions.pdf

14. Van Soest PJ, Robertson JB, Lewis BA. Methods for dietary fiber, neutral detergent fiber and nonstarch polysaccharides in relation to animal nutrition. J Dairy Sci. 1991; 74(10):3583-3597. https://doi.org/10.3168/jds.S0022-0302(91)78551-2

15. Herrera-Pérez J, Vélez-Regino L, Sánchez-Santillán P, Torres-Salado N, Rojas-García A, Maldonado-Peralta M. In vitro fermentation of fibrous substrates by wáter buffalo ruminal cellulolytic bacteria consortia. Rev MVZ Córdoba. 2018; 23(3):6860-6870. DOI: https://doi.org/10.21897/rmvz.1374

16. Hernández-Morales J, Sánchez-Santillán P, Torres-Salado N, Herrera-Pérez J, Rojas-García AR, Reyes-Vázquez I, Mendoza-Núñez MA. Composición química y degradaciones in vitro de vainas y hojas de leguminosas arbóreas del trópico seco de México. Rev Mex Cienc Pecu. 2018; 9(1):105-120. DOI: http://dx.doi.org/10.22319/rmcp.v9i1.4332

17. McCullough H. The determination of ammonia in whole blood by a direct colorimetric method. Clin Chim Acta. 1967; 17(2):297-304. https://doi.org/10.1016/0009-8981(67)90133-7

18. Miller GL. Use of dinitrosalicylic acid reagent for determination of reducing sugar. Anal Biochem. 1959; 31(3):426-428. https://pubs.acs.org/doi/abs/10.1021/ac60147a030

19. SAS. Statistical Analisys Sofware, SAS/STAT. Version 9.33 Edition. Cary (NC): SAS institute Inc; 2011.

20. Elghandour MMY, Kholif AE, Lopez S, Mendoza GD, Odongo NE, and Salem AZM. In vitro gas, methane and carbon dioxide productions of high fibrous diet incubated with fecal inocula from horses fed live yeasts in response to the supplementation with different yeast additives. J Equine Vet Sci. 2016; 38:64-71. DOI: http://dx.doi.org/10.1016/j.jevs.2015.12.010

21. Zicarelli F, Calabrò S, Cutrignelli MI, Infascelli F, Tudisco R, and Bovera F. In vitro fermentation characteristics of diets with different forage/concentrate ratios: comparison of rumen and faecal inocula. J Sci Food Agric. 2011; 91(7):1213-1221. DOI: https://doi.org/10.1002/jsfa.4302

22. Duarte A, Luna RS, Starns HD, Weckerly FW. Intraspecific scaling of rumen-reticulum fill might depend on dietary fiber. Am Midl Nat. 2014; 172(2):329-337. https://doi.org/10.1674/0003-0031-172.2.329

23. Thurston B, Dawson KA, Strobel HJ. Pentose utilization by the ruminal bacterium Ruminococcus albus. Appl Environ Microbiol. 1994; 60(4):1087-1092. https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/8017905

24. Russell JB, O’Connor JD, Fox DG, Van Soest PJ, Sniffen CJ. A net carbohydrate and protein system for evaluating cattle diets: I. Ruminal fermentation. J Anim Sci. 1992; 70(11):3551-3561. https://doi.org/10.2527/1992.70113551x

25. Carro MD, López S, Valdés C, Ranilla MJ. Effect of nitrogen supplementation on the in vitro rumen fermentation of nitrogen deficient forages. Arch Zootec. 1999; 48(183):295-306. http://www.uco.es/organiza/servicios/publica/az/php/img/web/02_03_24_05carro.pdf

26. Rodríguez MC, Aguirre E, Salvador F, Ruiz O, Arzola C, La OO, Villalobos C. Producción de gas, ácidos grasos volátiles y nitrógeno amoniacal in vitro con dietas basadas en pasto seco. Revista Cubana de Ciencia Agrícola. 2010; 44(3):251-259. http://www.redalyc.org/pdf/1930/193015664007.pdf

27. Chandrasekharaiah M, Thulasi A, Suresh KP, Sampath KT. Rumen degradable nitrogen requirements for optimum microbial protein synthesis and nutrient utilization in sheep fed on finger millet straw (Eleucine coracana) based diet. Anim Feed Sci Technol. 2011; 163(2-4):130-135. DOI: https://doi.org/10.1016/j.anifeedsci.2010.10.015

28. Chanthakhoun V, Wanapat M, Kongmun P, Cherdthong A. Comparison of ruminal fermentation characteristics and microbial population in swamp buffalo and cattle. Livest Sci. 2012; 144(3):172-176. DOI: https://doi.org/10.1016/j.livsci.2011.11.011

29. Otajevwo FD, Aluyi HSA. Cultural conditions necessary for optimal cellulase yield by cellulolytic bacterial organisms as they relate to residual sugars released in broth medium. Mod Appl Sci. 2011; 5(3):141-151. https://doi.org/10.5539/mas.v5n3p141

30. Galindo J, Marrero Y, González N, Aldama AI. Caracterización de la actividad celulolítica en el líquido de rumen filtrado. Rev Cub Cienc Agríc. 2004; 38(3):259-263. http://www.redalyc.org/pdf/1930/193017849006.pdf

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