Ingestión de lípidos oxidados: efecto sobre actividad enzimática antioxidativa en trucha arcoiris Oncorhynchus mykiss (Walbaum)

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Autores

Jorge Zambrano N Miguel Landines P

Resumen

RESUMEN

Objetivo. Evaluar el efecto de la ingestión de lípidos durante períodos cortos (20 días) ylargos (90 días) sobre la actividad hepática y en tracto gastrointestinal (TGI) de las enzimascatalasa (CAT), superóxido dismutasa (SOD) y glutatión peroxidasa (GPx). Materiales ymétodos. Se utilizó el Índice peróxidos (VP) y el índice anisidina (VA) para detectar lapresencia de productos de la oxidación en las raciones. Se realizó un análisis de varianzabajo un modelo de parcelas divididas en el tiempo. Cuando se encontraron diferencias(p<0.05) las medias fueron comparadas mediante la prueba de Tukey (5%). Resultados.Las raciones presentaron altos niveles de oxidación durante todo el experimento y hubodiferencias significativas entre tratamientos. La actividad SOD presentó niveles decrecientesa nivel hepático durante los dos períodos de exposición, sin embargo, en TGI se generóun incremento significativo de actividad SOD (175%) en individuos sometidos a todoslos tratamientos. La actividad CAT presentó un alto nivel de correlación con la actividadSOD en todos los períodos de exposición y órganos. La actividad GPx presentó diferenciassignificativas para los dos períodos de exposición en hígado y al día 90 en TGI, indicandoalta sensibilidad de la enzima ante la ingestión de peróxidos. Conclusiones. La actividadGPx en TGI mostró coeficientes de correlación superiores a 0.95, sugiriendo que es buenindicador del estado oxidativo de las raciones.

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Referencias

1. Espinal F, Martínez H, González F. La cadena de la piscicultura en Colombia. Una mirada global en su estructura y dinámica 1991 - 2005. [En línea]. Ministerio de Agricultura y desarrollo rural. Observatorio Agrocadenas de Colombia. 2005; [Accesado 22 Jul 2010]. URL disponible en: http://www. agronet.gov.co/www/docs_agronet/ 2005/112164315_caracterizacion_ piscicultura.pdf.

2. Food and Agriculture Organization of the United Nations (FAO). The State of World Fisheries and Aquaculture 2008. Part 1: World review of fisheries and aquaculture. Rome, Italy: FAO; 2009. URL Disponible en: ftp://ftp.fao.org/ docrep/fao/011/i0250e/i0250e01.pdf.

3. Chaiyapechara S, Casten M, Hardy R, Dong F. Fish performance, fillet characteristics, and health assessment index of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) fed diets containing adequate and high concentrations of lipid and vitamin E. Aquaculture 2003; 219:715-738. http://dx.doi.org/10.1016/S0044-8486(03)00025-5

4. Munasinghe D, Ichimaru K, Ryuno M, Ueki N, Matsui T, Sugamoto K, Kawahara S, Sakai T. Lipid peroxidation-derived hepatotoxic aldehydes, 4-hydroxy-2E -hexenal in smoked fish meat products. Fish Sci 2003; 69:189-194. http://dx.doi.org/10.1046/j.1444-2906.2003.00605.x

5. Tocher D, Mourente G, Van Der Eecken A, Evjemo JO, Diaz E, Bell JG, et al. Effects of dietary vitamin E on antioxidant defense mechanisms of juvenile turbot (Scophthalmus maximus L.), halibut (Hippoglossus hippoglossus L.) and sea bream (Sparus aurata L.). Aquac Nutr 2002; 8:195–207. http://dx.doi.org/10.1046/j.1365-2095.2002.00205.x

6. Association of official analytical chemist (AOAC). Official Methods of Analysis of the Association of Analytical Chemist, 16a Edition. Washington DC: AOAC;1998.

7. Gunnlaugsdottir H, Ackman R. Three extraction methods for determination of lipids in fish meal: Evaluation of a hexane/ isopropanol method as an alternative to chloroform-based methods. J Sci Food Agric 1993; 61(2):235–240. http://dx.doi.org/10.1002/jsfa.2740610216

8. Instituto Colombiano de Normas Técnicas (ICONTEC). Norma Técnica Colombiana NTC 236: Grasas y aceites vegetales y animales. Determinación del índice de peróxido. Bogotá, Colombia: ICONTEC; 1998.

9. Instituto Colombiano de Normas Técnicas (ICONTEC). Norma Técnica Colombiana NTC 4197: Grasas y aceites vegetales y animales. Determinación del índice de anisidina. Bogotá, Colombia: ICONTEC; 2001.

10. Berglund AM, Sturve J, Förlin L, Nyholm NEI. Oxidative stress in pied flycatcher (Ficedula hypoleuca) nestlings from metal contaminated environments in northern Sweden. Environmental Research 2007; 105:330–339. http://dx.doi.org/10.1016/j.envres.2007.06.002

11. Lushchak V, Lushchak L, Mota A, HermesLima M. Oxidative stress and antioxidant defenses in goldfish Carassius auratus during anoxia and reoxygenation. Am J Physiol 2000; 280:R100–R107.

12. Ahmad I, Hamid T, Fatima M, Chand H, Jain S, Athar M et al. Induction of hepatic antioxidants in freshwater catfish (Channa punctatus Bloch) is a biomarker of paper mill effluent exposure. Biochim Biophys Acta 2000; 1523:37–48. http://dx.doi.org/10.1016/S0304-4165(00)00098-2

13. Trenzado C, Hidalgo M, García-Gallego M, Morales A, Furné M, Domezain J, et al. Antioxidant enzymes and lipid peroxidation in sturgeon Acipenser naccarii and trout Oncorhynchus mykiss. A comparative study. Aquaculture 2006; 254:758–767. http://dx.doi.org/10.1016/j.aquaculture.2005.11.020

14. SAS/STAT: Guide for personal computer [programa de ordenador]. Versión 9.0.0. Cary (NC): SAS Institute Corporation; 2002.

15. Masson LS. Criterio de calidad para materias grasas utilizadas frecuentemente en la nutrición animal y de peces. Control de calidad se insumos y dietas acuícola. Documento de campo Nº 16. 1994;[En línea]. [Accesado 22 Jul 2010]. URL disponible en: http:// www.fao.org/docrep/field/003/AB482S/ AB482S10.htm.

16. Puangkaew J, Kiron V, Satoh S, Watanabe T. Antioxidant defense of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) in relation to dietary n-3 highly unsaturated fatty acids and vitamin E contents. Comp Biochem Physiol C Toxicol Pharmacol 2005; 140:187–196. http://dx.doi.org/10.1016/j.cca.2005.01.016

17. Mourente G, Diaz-Salvago E, Bell J, Tocher D. Increased activities of hepatic antioxidant defence enzymes in juvenile gilthead sea bream (Sparus aurata L.) fed dietary oxidised oil: attenuation by dietary vitamin E. Aquaculture 2002; 214: 343–361 http://dx.doi.org/10.1016/S0044-8486(02)00064-9

18. Wang W, Wang A, Wang Y. Effect of supplemental L-ascorbyl-2- polyphosphate in enriched live food on the antioxidant defense system of Penaeus vannamei of different sizes exposed to ammonia-N. Aquac Nutr 2006; 12:348–352. http://dx.doi.org/10.1111/j.1365-2095.2006.00425.x

19. Ansaldo M, Sacristán H, Wider E. Does starvation influence the antioxidant status of the digestive gland of Nacella concinna in experimental conditions?. Comp Biochem Physiol C Toxicol Pharmcol 2007; 146:118–123. http://dx.doi.org/10.1016/j.cbpc.2006.11.004

20. Morales A, Pérez-Jiménez A, Hidalgo M, Abellán E, Cardenete G. Oxidative stress and antioxidant defenses after prolonged starvation in Dentex dentex liver. Comp Biochem Physiol C Toxicol Pharmcol 2004; 139: 153–161. http://dx.doi.org/10.1016/j.cca.2004.10.008

21. Marcon J, Wilhelm D. Antioxidant processes of the wild tambaqui, Colossoma macropomum (Osteichthyes, Serrasalmidae) from the Amazon. Comp Biochem Physiol C Toxicol Pharmcol 1999; 123:257–263. http://dx.doi.org/10.1016/s0742-8413(99)00030-4

22. Tort M, Hurley D, Fernández-Cobas C, Wooster G, Bowser P. Effects of Hydrogen Peroxide Treatments on Catalase and Glutathione Activity in Walleye Sander vitreus. J World Aquac Soc 2005; 36(4):577-586. http://dx.doi.org/10.1111/j.1749-7345.2005.tb00409.x

23. Furné M, García-Gallego M, Hidalgo M, Morales A, Domezain A, Domezain J et al. Oxidative stress parameters during starvation and refeeding periods in Adriatic sturgeon (Acipenser naccarii) and rainbow trout (Oncorhynchus mykiss). Aquac Nutr 2008; 15(6):587– 595. http://dx.doi.org/10.1111/j.1365-2095.2008.00626.x

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