Comparison of performance using genetic and specific initiator in different bodies of bats to obtain cDNA

Comparación del rendimiento usando iniciador genérico y específico en diferentes órganos de murciélagos para obtener ADNc

Introduction. For the different molecular biology techniques and it is necessary to have nucleic acid extraction processes that guarantee an excellent quality and quantity. Objective. Evaluate the extraction of RNA and cDNA yield different animal tissues. Materials and methods. Through a design of convenience, 186 brain, heart, lung, spleen, liver and kidney samples were taken from 37 bats of different species and geographical locations of Córdoba. The RNA was extracted and purified using Trizol™(Invitrogen). RNA concentrations were evaluated in terms of yield and was quantified using NanoDrop 2000™. For cDNA synthesis,
SuperScript™ II Reverse Transcriptase (Invitrogen) was used, it was tested with random primers and the specific reverse for flavivirus FLAVI 1-. Results. The average concentration of RNA was 751,5 ng/µl with the liver being the organ yielding the concentration. Discussion. The highest concentration of cDNA with random primers was generated from the kidneys and with FLAVI 1- was in liver. Conclusion. Extraction with Trizol™ allowed a high obtaining of RNA in the different organs and the highest cDNA yields were obtained with FLAVI 1- this allowed to demonstrate the presence of pathogens of in these organs.

1. - Michel-López CY, González-Mendoza D, Zapata-Pérez 0, Jorge Rubio-Piña J, Cervantes-Díaz L, Bermúdez-Guzmán MJ. Evaluación de tres protocolos para la extracción rápida de ARN total de tejidos de Prosopis juliflora (SW). Revista Mexicana de Ciencias Agrícolas 2018:9(6): 1259-1267. doi: https://doi.org/10.29312/remexca.v9i6.788.
2. - Fernández-Martínez L, Díaz-Alonso CA, Garrote-Santana H, Amor-Vigil AM, Ruiz-Moleón V. Introducción de nuevos métodos de extracción de ácidos ribonucleicos en el Instituto de Hematología e Inmunología. Revista Cubana de Hematología, Inmunología y Hemoterapia. 2017; 36 (Suplemento). Disponible en: http://scielo.sld.cu/pdf/hih/v31n4/hih15415.pdf
3. - Díaz-Alonso C, Garrote-Santana H, Amor-Vigil AM, Suárez-González Y, González-Mujica RR. Cuantificación de ácido ribonucleico para la realización de la técnica de RT-PCR. Rev Cubana Hematol Inmunol Hemoter. 2013;29(3):298-303. Disponible en: http://scielo.sld.cu/pdf/hih/v29n3/hih10313.pdf
4. - Sandoval-Pineda JF, Ochoa-Corona FM, Torres-Rojas E. Evaluación de diferentes métodos de extracción de ARN a partir del hongo nativo Xylaria sp. Rev. Colomb. Biotecnol. 2017; 19:42-54. doi: https://doi.org/10.15446/rev.colomb.biote.v19n1.57114
5. - Zakaria Z, Umi SH, Mokhtar SS, Mokhtar U, Zaiharina MZ, Aziz AT, et al. An alternate method for DNA and RNA extraction from clotted blood. Genet Mol Res. 2013;12(1):302-311. Disponible en: https://www.gene-quantification.de/zakaria-et-al-dna-rna-extraction-2013.pdf
6. - Vermeulen J, De Preter K, Lefever S, Nuystens J, De Vloed F, Derveaux S, et al. Measurable impact of RNA quality on gene expression results from quantitative PCR. Nucleic Acids Res. 2011;39(9), e63. doi: 10.1093/nar/gkr065
7. - Pinilla BG, Cubillos K, Rodríguez M. Bodas de plata de la reacción en cadena de la polimerasa (PCR). NOVA 2008;6(9):101-121. https://doi.org/10.22490/24629448.397
8. - Martín E, María Macarena Moreno Ruiz Holgado, Silenzi UGM, Bonano M. Comparación de métodos de extracción de ADN para el género Astylus (Coleoptera: Melyridae). Acta zoológica lilloana. 2017; 61 (1): 55-64. https://ri.conicet.gov.ar/bitstream/handle/11336/65242/CONICET_Digital_Nro.8ba99644-b29c-43f4-9d00-c6e4b563fe89_A.pdf?sequence=2&isAllowed=y
9. - Núñez CL. Diseño de soluciones químicas para la extracción de ácido desoxirribonucleico en productos biotecnológicos. 4 UGCiencia 2016; 22:37-44.
10. doi: https://doi.org/10.18634/ugcj.22v.1i.553
11. - Tamayo de Dios L, Ibarra C, Velasquillo C. Fundamentos de la reacción en cadena de la polimerasa (PCR) y de la PCR en tiempo real. Investigación en Discapacidad 2013;2(2):70-78. Disponible en: https://www.medigraphic.com/pdfs/invdis/ir-2013/ir132d.pdf
12. - Bolívar AM, Rojas A, García-Lugo P. PCR y PCR-Múltiple: parámetros crípticos de estandarización. Avan Biomed. 2014;31(1):25-33.
13. - Madera AMV, Suárez CA. Evaluación de dos métodos para extracción de ARN en saliva en niños. Revista Odontológica Mexicana 2017;21(4):237-243. Disponible en http://www.scielo.org.mx/pdf/rom/v21n4/1870-199X-rom-21-04-245-en.pdf
14. - Cabello CC. Cabello F. Zoonosis con reservorios silvestres: Amenazas a la salud pública y a la economía. Rev. méd. Chille. 2008; 136:385-393. Disponible en:
15. https://scielo.conicyt.cl/pdf/rmc/v136n3/art16.pdf
16. - Monsalve S, Mattar S, González M. Zoonosis transmitidas por animales silvestres y su impacto en las enfermedades emergentes y reemergentes. Revista MVZ-Córdoba. 2009;14(2):1762-1773. Disponible en:
17. http://www.scielo.org.co/pdf/mvz/v14n2/v14n2a14.pdf
18. - Tarqui-Terrones K, Silva-Molina JI, Beltrán-Fabián M, Zevallos-Vara S, Mayta-Huatuco E. Comparación de métodos de extracción de ADN de Giardia spp. medidos por PCR convencional. Rev Peru Med Exp Salud Publica. 2019;36(3):423-32. Disponible en: http://dx.doi.org/10.17843/rpmesp.2019.363.4160.
19. - Hernández GAK, Guzmán-Barney M. Comparación de métodos de extracción de RNA para la detección por RT-PCR del Potato Yellow Vein Virus (PYVV) en diferentes órganos de Solanum tuberosum grupo phureja. Rev Colomb Biotecnol. 2013;15(1):71-81. Disponible en:
20. http://www.scielo.org.co/pdf/biote/v15n1/v15n1a8.pdf
21. - Ranta R Treatment of unilateral posterior crossbite: comparison of the quad-helix and removable plate. ASDC J Dent Child. 1988;55(2):102-104.
22. - Osorio J, Pachajoa H, Hurtado P. Concentración y pureza del ADN de muestras sanguíneas en papel Whatman FTA almacenadas entre 1 a 3 años. Revista estomatol y salud. 2013; 21(1):35-38. Disponible en:
23. https://docs.bvsalud.org/biblioref/2018/01/877727/7-osorio-concentracion-pureza-adn.pdf
24. - Ortega-González C, Iturriaga G, Ramírez-Pimentel JG, García-González F, Raya-Pérez JC, Aguirre-Mancilla C.L. Extracción de RNA total a partir de semilla de chan (Hyptis suaveolens). Ciencia y Tecnol Agrop. México 2018;6():1-7.
25. - Gómez J, González A, Castaño J, Patarroyo M. Fundamentos Básicos de Medicina. Biología Molecular: Principios y aplicaciones. En: Los microarreglos. 1a Edición. Corporación para Investigaciones Biológicas. 2011.
26. - Kasajima I, Sasaki K, Tanaka Y, Terakawa T, Ohtsubo N. Large-scale extraction of pure DNA from mature leaves of Cyclamen persicum Mill. and other recalcitrant plants with alkaline polyvinylpolypyrrolidone (PVPP). Sci Hortic. 2013; 164:65-72. Disponible en: https://doi.org/10.1016/j.scienta.2013.09.011
27. - Ameli MGI, Gutiérrez GCdR, Pierina DA, Rangel H. Optimización de la técnica de PCR reversa para la detección del VIH en plasma de pacientes infectados. Rev Soc Venez Microbiol. 2013;33(2):157-161. Disponible en: http://ve.scielo.org/pdf/rsvm/v33n2/art13.pdf
28. - Calderón A, Guzmán C, Mattar S, Rodríguez V, Martínez C, Violet L, et al. Dengue Virus in Bats from Córdoba and Sucre, Colombia. Vector Borne Zoonotic Dis. 2019;19(10):747-751. doi: 10.1089/vbz.2018.2324.
29. - Guzmán C, Calderón A, Martinez C, Oviedo M, Mattar S. Eco-epidemiology of the Venezuelan equine encephalitis virus in bats of Córdoba and Sucre, Colombia. Acta Tropica 2019; 191:178-184. ISSN: 0001-706X. doi.org/10.1016/j.actatropica.2018.12.016.
30. - Calderón A, Guzmán C, Mattar S, Rodríguez V, Acosta A, Martínez C. Frugivorous bats in the Colombian Caribbean region are reservoirs of the rabies virus. Annals of Clinical Microbiology and Antimicrobials. 2019; 18:11. doi.org/10.1186/s12941-019-0308
31. - Grabmüller M, Medea B, Courts C. Comparative evaluation of different extraction and quantification methods for forensic RNA analysis. Forensic Sci Int Genet. 2015; 16:195-202.