Biotechnology on arrow cane (Gynerium sagittatumAubl.). A plant of cultural interest.

Biotecnología en caña de flecha (Gynerium sagittatum Aubl.). Una planta de interés cultural.

Arrow cane (Gynerium sagittatum Aubl.) is a Poaceae associated to human development of the ancient Zenú culture present nowadays in the flat lands of Córdoba and Sucre department in the Colombian north Coast. Despite its importance, arrow cane is not cultivated in large scale and extraction from natural populations is the most common way for plant exploitation with negative environmental and economic consequences for the aboriginal communities. A research program based on biotechnology was implemented to generate information related to plant genetic diversity, plant propagation and genetic resource conservation in order to provide knowledge to contribute to implement technical crop development to minimize the impact of artisans´  activity on the environment and increase sustainability on fiber source for craftsmanship. Accessions from different zones of the Colombian territory were characterized using morphological and molecular markers founding low genetic diversity. Cultivars UC121, “Criolla”, “Criolla 1”, Costera and “Martinera” were in vitro established and micropropagation results indicated that large quantities of high quality, fully adapted, homogeneous plants can be produced from any cultivar. In vitro cultured arrow cane plants can be stored by means of slow growth or modified structures such as micro rhizomes developed in vitro.

1. Araméndiz, H., Espitia M. y Cardona C. 2009. Valoración de los recursos filogenéticos de caña flecha (Gynerium sagittatum Aubl) En Colombia. Ed:Produmedios (Colombia). 108p.
2. Araméndiz, H., Espitia, M. y Robles, J. 2005. Colección, conservación, caracterización morfoagronómica y producción de semilla de caña flecha (Gynerium sagittatum Aubl.) del Caribe Colombiano. CIUC. Universidad de Córdoba.
3. Artesanías de Colombia. Colombia artesanal. 2019 Disponible desde Internet: http://artesaniasdecolombia.com.co/PortalAC/General/template_index.jsf
4. Ball, E. 1946. Development in sterile culture of shoot tips and subjacent regions of Tropaelum majus L and of Lupinus albus L. American Journal of Botany. 33: 301-318.
5. Conert, H.J. 1961. Die Systematik und Anatomie der Arubdinae, Verlag von J. Cramer, Weinheim..
6. Croat, T. 1978. Flora of Barro Colorado Island. Stanford California Stanford University Press, Stanford. 943 p.
7. Chawla, H. 2003. Introduction to Plant Biotechnology. Science Publisher Enfield. 1-134.
8. DANE (Departamento Administrativo Nacional de Estadísticas). 2018. Censo General 2005. http://www.dane.gov.co/censo/files/libroCenso2005nacional.pdf
9. Davis, P. 1995. The plant hormones: their nature. Plant Hormones. Physiology, Biochemistry and Molecular Biology. Kluwer Academic Publisher (Boston). 1-12.
10. Debergh, P., Maene, L. 1981. A scheme for commercial propagation of ornamental plants by tissue culture. Scientia Horticulturae 14(4): 335-346.
11. Dice, L. R. 1945. Measures of the amount of ecological association between species. Ecology 26:297-302.
12. Francis, J. 1983. Gynerium sagittatum (Caña brava, cane); En Janzen D (Ed.) Costa Rica Natural History. University of Chicago Press (Chicago) p.248-249.
13. Ferreyra, R. 1996. Comunidades vegetales de la cuenca superior de los ríos: Marañon, Huallaga y Ucayali Instituto de Investigaciones de la Amazonía Peruana. Documento Técnico No. 27. http://www.iiap.org.pe/upload/publicacion/st027.pdf
14. Gielis, J. 1999. Micropropagation and in vitro flowering of temperate and tropical woody bamboos. In: Ryachaudhuri, S.; K. Maramorosch (Eds.). Biotechnology and plant protection in forestry science. Science Publisher. NY. p 13- 38.
15. Germplasm Resources Information Network. GRIN. 2018. Online Database.National Germplasm Resources Laboratory, Beltsville, Maryland. https://npgsweb.ars-grin.gov/gringlobal/taxon/taxonomydetail?id=18116
16. Hernández, J., Aramendiz, H. y Cardona, C. 2005. Influencia del ácido indolbutírico sobre el enraizamiento de esquejes de caña flecha (Gynerium sagittatum Aubl.). Revista Temas Agrarios 10 (1): 5-13. https://doi.org/10.21897/rta.v10i1.626
17. Hitchcock, R. 1936 Manual of the Grasses of the West Indies. Miscellaneous Publication. United States Department of Agriculture. p 439
18. Howard, R. 1979. Flora of the Lesser Antilles. Leeward and Winward Islands. Arnold Arboretum. Harvard University. (Boston). p586.
19. Kalliola, R., Mäkinen, Y. y Salo, J. 1988. Regeneración natural de selvas en la Amazonia Peruana. 2: autoecologia de algunas especies sucesionales. Universidad Nacional mayor de San Marcos (Lima).p 54.
20. Kalliola, R., Puhakka, M. and Salo, J. 1992. Intraspecific variation, and the distribution and ecology of Gynerium sagittatum (Poaceae) in the western Amazon. Flora.186(3-4):153-167. https://doi.org/10.1016/S0367-2530(17)30531-5
21. Kane, M. 1996. Micropropagation from pre-existing meristems. Plant Tissue Culture Concepts and Laboratory Excercises. CRC Press. Boca Ratón. p.75-86.
22. López, C., Suarez, I. and Humanez, A. 2021. Micropropagation of arrow cane, Gynerium sagittatum (Aubl.) P. Beauv. cv. “Criolla, “Criolla 1” and “Martinera”, in a double-phase medium. Ciencia y Tecnología Agropecuaria. https://doi.org/10.21930/rcta.vol22_num2_art:1821
23. López, C. and Suarez, I. 2018. In vitro arrow cane (Gynerium sagittatum Aubl.) multiplication in double phase medium. Revista de Ciencias Agrícolas (Colombia). 35: 5-13. http://dx.doi.org/10.22267/rcia.183502.86
24. Leifert, C. and Cassells, A. 2001. Microbial hazards in plant tissue and cell cultures. In Vitro Cellular & Developmental Biology - Plant. 367(2): 133-138.
25. Nei, M. and Li, W. H. 1979. Mathematical Model for Studying Genetic Variation in Terms of Restriction Endo Nucleases. Proc Natl Acad Sci (USA). 76: 5269-5273.
26. Murashige, T. 1974. Plant propagation through tissue culture. Ann. Rev. Plant Physiol. 25:135-166.
27. Murashige, T. and Skoog, F. 1962. A revised medium for rapid growth and bioassay with tobacco tissue culture. Physiologia Plantarum. 15(3): 473-497.
28. Ortega, D., Tamayo, A., Calderón J. y Galván, R. 2011. Establecimiento aséptico en la micropropagación in vitro de banano williams (AAA, SUBGRUPO CAVENDISH). Tierra Tropical. 7(2):205-220.
29. Pastrana, I. y Suarez, I. 2009. Producción de plantas de caña flecha (Gynerium sagittatum) 'Criolla' a través de micropropagación. Temas Agrarios 14(2): 2-18. https://doi.org/10.21897/rta.v14i2.671
30. Pérez, A. 1978. Plantas Útiles de Colombia. Editora Arco, Bogotá, (Colombia). p.831.
31. Pohl, R. 1983. Gynerium sagittatum (Caña brava, cane); In: Janzen, D. (Ed.) Costa Rican Natural History. University of Chicago Press (Chicago), p.816.
32. Rivera, H., Vallego, F. y Suarez, I. 2008. Caracterización Molecular De Introducciones Colombianas De Caña Flecha Utilizando La Técnica De AFLP". En: Colombia. Acta Agronómica. (Colombia). 54(4): 227 - 231.
33. Read, P. 1988. Stock plants influence micropropagation success. Acta Horticulturae., 226(16):41-52.
34. Rivera, H., Suarez, I. y Palacio, J. 2009. Análisis de la diversidad genética de caña flecha Gynerium sagittatum Aubl. utilizando la técnica de AFLP. Agricultura Técnica de México. 35:81-87.
35. Salo, J., Kalliola, R., Hakkinen, L., Makinen, Y., Niemela, P., Puhakka, M. and Coley, P. D. 1986. River dynamics and the diversity of Amazon lowland forest. Nature. 322: 254-258.
36. Senapati, NK. 2015. A double phase culture system: An economic and time saving protocol for In vitro propagation of plant. SAJ Biotechnology. 2 (1): 1-5.
37. Serpa, R. 2000. Los Zenúes; Secretaría de Cultura de Córdoba. Montería (Colombia). p 123-137.
38. Serrano-Martínez, F., Cano-Castillo, M. y Marco-Medina, A. 2011. El medio en doble fase y su aplicación en el cultivo in vitro de plantas amenazadas. Centro Iberoamericano de la Biodiversidad - Cibio Revistas Cuadernos de Biodiversidad. 37:3-8. http://dx.doi.org/10.14198/cdbio.2011.37.01
39. SIC. (Superintendencia de Industria y Comercio) 2019. Informe de Gestión. Disponible en línea: http://www.sic.gov.co/sites/default/files/documentos/012018/INFORME-GESTION-SIC-2017.pdf
40. Suárez, I., Aramendiz, H. y Pastrana, I. 2009. Micropropagación de Caña Flecha (Gynerium sagittatum Aubl.). Revista Facultad. Nacional de Agronomía (Colombia). 62(2):5135-5143.
41. Suarez, I., Pastrana, I. y Rivera, H. 2013. Biotecnología Aplicada a la Caña Flecha (Gynerium sagittatum Aubl.). Fondo Editorial Universidad de Córdoba. Montería (Colombia). p.72
42. Suarez, I., López, O. and López, C. 2017. Formación in vitro de rizomas en caña flecha (Gynerium sagitatum Aubl.) y recuperación de plantas. Revista Temas Agrarios (Colombia). 22:11-20. https://doi.org/10.21897/rta.v22i1.911
43. Suarez, I., Pérez, C. and López, C. 2020. Micropropagation of Gynerium sagitatum Aubl. Cvs “criolla”, “costera”, and “martinera”. Biotecnología en el Sector Agropecuario y Agroindustrial.
44. Schnee, L. 1984. Plantas Comunes de Venezuela. Biblioteca Universidad Central de Venezuela, Caracas. 280 p.
45. Scherwinski-Pereira, J., Araruna, E., Da Silva, T., Gomes, A., Maciel, S. and Da Silva, F. 2012. Double-phase culture system for large-scale production of pineapple. Plant Cell, Tissue and Organ Culture.109(2): 263–269.
46. Uribe, I. 1982. Flora Sonsonera o colección de monografías familiares de vegetales selectos indígenas o cultivados en el Municipio de Sonsón. Concejo Municipal. Sonsón Antioquia. p 39-40.
47. Valencia, G. 1987. Córdoba su gente y su folclor. Casa de la Cultura 1ª Edición. Montería. Córdoba (Colombia). 146p.
48. Ward, JH. 1963. Hierarchical Grouping to Optimize an objective Function. Journal of the American Statistical Association. 58:236-244.
49. Watson, L. and Dallawitz, M. 2018. Grass Genera of the World. http://biodiversity.uno.edu/delta/