Ir al menú de navegación principal Ir al contenido principal Ir al pie de página del sitio

Establecimiento in vitro y control de Oxidación de segmentos nodales de Arrabidaea chica Verlot

In vitro establishment and oxidation control of nodal segments of Arrabidaea chica Verlot



Cómo citar
Martínez Oviedo, L. M., Mercado Leguía, K. . J., Ortega Macareno, L. C., & Beltrán Herrera, J. . D. (2024). Establecimiento in vitro y control de Oxidación de segmentos nodales de Arrabidaea chica Verlot. Temas Agrarios, 29(1), 9-21. https://doi.org/10.21897/zajvr412

Dimensions
PlumX
Licencia
Creative Commons License

Esta obra está bajo una licencia internacional Creative Commons Atribución-NoComercial 4.0.

Javier Darío Beltrán Herrera

Arrabidaea chica pertenece a la familia Bignoniaceae, popularmente conocida como Bija o Limpiadientes. Es una de las plantas tintóreas más utilizadas en la industria artesanal de la región caribe colombiana, En el departamento de Sucre, es utilizada por artesanos para la tinción de la caña flecha; sin embargo, se ha visto afectada por un alto riesgo de erosión genética, se hace necesario establecer métodos de propagación y conservación masivos. El objetivo de esta investigación fue implementar un protocolo en el establecimiento in vitro y control de oxidación de segmentos nodales de A. chica, utilizando diferentes concentraciones de hipoclorito de sodio (0%; 2,5% y 5,0%), inmersos durante 5, 10 y 15 minutos en la desinfección de los explantes. Luego se sembraron en medio Murashige & Skoog. Para controlar la oxidación de los explantes, los medios de cultivos MS fueron suplementados con ácido ascórbico (0,15 g/L) y ácido cítrico (0,1 g/L), solos y/o en combinación. Los diferentes tratamientos fueron incubados a 28 °C, fotoperiodo de 12/12 horas día/noche y una iluminación de 45 µmol m -2S -1. Los resultados indicaron que el hipoclorito de sodio fue efectivo para la desinfección a 2,5% en 5 minutos. La combinación del ácido ascórbico con ácido cítrico en el medio influyo en la oxidación de los explantes. Por lo tanto, la desinfección con hipoclorito de sodio y la incorporación al medio de cultivo de ácido ascórbico (0.15mg/L) y ácido cítrico (0.1mg/L), proveen buenas condiciones para el control de la oxidación in vitro de explantes de Bija.


Visitas del artículo 0 | Visitas PDF


Descargas

Los datos de descarga todavía no están disponibles.
  1. Aguilera-Arango, G. A., Puentes-Díaz, C. L. y Rodríguez-Henao, E. 2021. Métodos de desinfección para el establecimiento in vitro de dos variedades de yuca para uso agroindustrial. Revista de Investigación e Innovación Agropecuaria y de Recursos Naturales 8(3): 21-30. https://doi.org/10.53287/kdux7546xv19l
  2. Akram, M. y Aftab, F. 2009. An efficient method for clonal propagation and in vitro establishment of softwood shoots from epicormic buds of teak (Tectona grandis L.). Forestry Studies in China, 11(2): 105-110. https://doi.org/10.1007/s11632-009-0018-1
  3. Ancasi-Espejo, R. G., Montero-Tonconi, J. R., Ferreira-Castedo, N. J. y Muñoz-Guzmán, I. 2016. Determinación un mejor medio de cultivo en la fase de establecimiento para la propagación in vitro de plátano (Musa paradisiaca L). Journal of the Selva Andina Research Society, 7(2): 104-111.ISSN 2072-9294. http://www.scielo.org.bo/pdf/jsars/v7n2/v7n2_a08.pdf
  4. Andri, S. 2018. DescTools: Tools for descriptive statistics. R package 67roceso 0.99.24. https://andrisignorell.github.io/DescTools/
  5. Bavaresco, L. G., Pasquali, R. y Fluminhan, A. 2017. Cultivo in vitro de explantes removidos de plantas cultivadas a campo visando à micropropagação de Eucalyptus citriodora. Periódico Eletrônico Fórum Ambiental da Alta Paulista, 13(6). DOI:10.17271/1980082713620171714
  6. Castillo, A. 2004. Propagación de plantas por cultivo in vitro: una biotecnología que nos acompaña hace mucho tiempo. Las Brujas, Uruguay: in-vitro, INIA, 8 p. URL http://www.inia.uy/publicaciones/documentos%20compartidos/111219220807102417.pdf
  7. Cetzal-Ix, W., Noguera-Savelli, E. y Zúñiga-Díaz, D. 2018. Plantas tintóreas y su uso en las artesanías de palma jipijapa (Carludovica palmata Ruiz & Pav.) México. Centro de Investigaciones Científicas de Yucatán (10): 17–24. http://www.cicy.mx/sitios/desde_herbario/ ISSN: 2395-8790.
  8. Conde Solano, V. M., Eras Guamán, V. H., González Zaruma, D., Moreno Serrano, J., Minchala Patiño, J., Yaguana Arévalo, M. y Valarezo Ortega, C. 2017. Procesos biotecnológicos para la proliferación y enraizamiento in vitro de hualtaco Loxopterygium huasango Spruce ex Engl. proveniente del bosque seco de la provincia de Loja. Bosques Latitud Cero, 7(1). https://revistas.unl.edu.ec/index.php/bosques/article/view/171
  9. De Siquiera, F. C., Leitão, D.S., Mercadante, A. Z., Chisté, R. C. y Lopes, A. S. 2019. Profile of phenolic compounds and carotenoids of Arrabidaea chica leaves and the in vitro singlet oxygen quenching capacity of their hydrophilic extract. Food Research International ELSEVIER, (126) https://doi.org/10.1016/j.foodres.2019.108597
  10. Díaz Lezcano, M. I., Rodas Ramírez, J. M., González Segnana, L. R. y Vera de Ortiz, M. 2020. Establecimiento in vitro de segmentos nodales de Handroanthus heptaphyllus de flores blancas. Biotecnología Vegetal, 20(3): 203-210.
  11. http://scielo.sld.cu/pdf/bvg/v20n3/2074-8647-bvg-20-03-203.pdf.
  12. Díaz-Lezcano, M. I., Pereira-Báez, K. D., Brítez-Moreira, J. R., Mongelós-Franco, J. Y. y Mussi-Cataldi, C. E. 2023. Efecto de la concentración del hipoclorito de sodio sobre la contaminación y oxidación de meristemas en la micropropagación de banano. Reportes científicos de la FACEN, 14(2): 156-164. https://doi.org/10.18004/rcfacen.2023.14.2.156
  13. Díaz-Narváez, L.C., Carmona-Wilches, O. E. y Beltrán-Herrera, J. D. 2015. Optimización de la conservación in vitro de germoplasma de Dioscorea spp por crecimiento mínimo. Revista Colombiana de Biotecnología, 17(1): 32-39. DOI: 10.15446/rev.colomb.biote.v17n1.50842
  14. Gentry, A. H. 2009. Bignoniaceae. Flora de Colombia No. 25. Instituto de Ciencias Naturales, Universidad Nacional de Colombia. Bogotá D. C. Colombia. 462 p. https://repositorio.unal.edu.co/handle/unal/80710
  15. Indacochea, B., Parrales, J., Hernández, A., Castro, C., Vera, M., Zhindón, A. y Gabriel, J. 2018. Evaluación de medios de cultivo in vitro para especies forestales nativas en peligro de extinción en Ecuador. Agronomía Costarricense, 42(1): 63-89. http://repositorio.umsa.bo/xmlui/handle/123456789/18353.
  16. Jacinto- Alcázar, M. E. 2018. Evaluación de tres niveles de auxinas y citoquininas para la obtención de plantas madre de rosa (Rosa sp.) variedad freedom en condiciones in vitro. Apthapi 4(2): 1073-1081. https://apthapi.umsa.bo/index.php/ATP/article/view/21.
  17. Lázaro, A. P., Curaca, A., Chávez, J. y Pillasca, H. 2021. Respuesta en el establecimiento y regeneración in vitro de rocoto (Capsicum pubescens Ruiz & Pav.). Dialnet 14(1): 31-42. https://doi.org/10.32911/as.2021.v14.n1.745
  18. López Correa, J. E. y Botero Botero, L. R. 2015. Cultivo in vitro de la especie forestal amenazada Peltogyne purpurea Pittier. Memorias V. Congreso Latinoamericano de Agroecología-SOCLA. La Plata, Buenos Aires. http://sedici.unlp.edu.ar/handle/10915/52154
  19. Martínez Osorio, P., Da Cruz Landim, P. y Queiroz Ferreira Barata, T. 2019. Gynerium sagittatum, una especie para la innovación y el desarrollo en el Departamento de Sucre. Corporación Universitaria del Caribe – CECAR (10). https://doi.org/10.21892/9789585547858.10
  20. Méndez-Álvarez, D. y Abdelnour-Esquivel, A. 2014. Establecimiento in vitro de Terminalia amazonia (Gmel.) Excell. Revista Forestal Mesoamericana Kurú, 11(27): 7-21. https://doi.org/10.18845/rfmk.v11i27.1774
  21. Mendiburu, F. 2016. Agricolae: Statistical Procedures for Agricultural Research. R package 1.2-4. http://CRAN.R-project.org/package=agricolae
  22. Mezzalira, F. K. y Kuhn, B. C. 2021. Padronização de um protocolo para assepsi. de segmentos nodais de Phalaenopsis para clonagem in vitro. Colloquium Agrariae 17 (1): 475. DOI: 10.5747/ca.2021.v17.n1.a415
  23. Minchala, J., Eras, V., Poma, R., Yaguana, M., Muñoz, L. y Delgado, G. 2014. Propagación in vitro de guayacán negro, Tabebuia billbergii (Bignoniaceae), a partir de explantes obtenidos de plántulas in vitro. Centro de Biotecnología, Vol. 3(1): 06-14.
  24. Mir, H., Rani, R., Ahmad, F., Sah, A. K., Prakash, S. y Kumar, V. 2019. Phenolic exudation control and establishment of in vitro strawberry (Fragaria× ananassa) cv. Chandler. Current Journal of Applied Science and Technology 33(3): 1-5. DOI: 10.9734/CJAST/2019/v33i330071
  25. Miranda, N. A., Titon, M., Pereira, I. M., Fernández, J. S. C. y Santos, M. M. 2019. Estabelecimiento in vitro de Eremanthus incanus. Brazilian Journal of Forestry Research 39 (1). DOI: 10.4336/2019.pfb.39e201701525
  26. Müller, D., Giménez, P. G., Travacio, A. y Bueno, M. 2017. Establecimiento in vitro de Zephyranthes spp. Biotecnología Vegetal, 17(1): 19-24. https://revista.ibp.co.cu/index.php/BV/article/view/533/pdf
  27. Murashige, T. 1974. Plant propagation through tissue cultures. Annual review of plant physiology, 25(1): 135-166. https://doi.org/10.1146/annurev.pp.25.060174.001031
  28. Murashige, T. y Skoog, F. 1962. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiologia Plantarum 15:473–497
  29. Paredes, K., Morales, I. y Magariños, E. 2007. Evaluación de medios de cultivo in vitro para Amburana cearensis (roble) y Centrolobium tomentosum (tejeyeque) en la fase de establecimiento. Documento Científico 2-2008. Proyecto de Manejo de Bosques en Bolivia (FOMABO), Programa de Investigaciones Forestales (PROINFOR). Santa Cruz, Bolivia. URL: https://dokumen.tips/documents/documento-cientfico-no-2-2008-fomabo-proinfor-2019-06-14-1-evaluacin-de.html?page=22
  30. R core team. 2017. R: A language and 75rocesos7575t for statistical computing. R Foundation for Statistical Computing, Vienna, Austria. URL https://www.R-project.org/
  31. Ramírez-Villalobos, M., Urdaneta, A. y León de Sierralta, S. 2002. Establecimiento in vitro de explantes adultos del guanábano (Annona muricata L.) tratados con hipoclorito de sodio. Revista de la Facultad de Agronomía, 19(1): 48-55. URL: https://ve.scielo.org/scielo.php?pid=S0378-78182002000100005&script=sci_arttext
  32. Romero, Alves, M. 2018. Aplicación del cultivo de tejidos in vitro (CTV) para la propagación de especies leñosas. Tesis Doctoral Ingeniería Forestal. Universidad Nacional de La Plata, Argentina. http://sedici.unlp.edu.ar/handle/10915/69720
  33. Salazar-Vega, K.S., Pillalaza Montalvo, S.A. y Vaca-Suquillo, I. 2022. The Effect of Ascorbic and Citric Acids in the in Vitro Establishment of Solanum betaceum to Prevent Phenolic Oxidation. In: Rocha, Á., López-López, P.C., Salgado-Guerrero, J.P. (eds) Communication, Smart Technologies and Innovation for Society. Smart Innovation, Systems and Technologies. Springer, Singapore. (252): 199-205 https://doi.org/10.1007/978-981-16-4126-8_19
  34. Suárez Padrón, I. E., Jarma Orozco, A. D.J. y Avila, M. 2006. Desarrollo de un protocolo para propagación in vitro de roble (Tabebuia rosea Bertol DC). Temas Agrarios, 11(2): 52-62. https://doi.org/10.21897/rta.v11i2.645
  35. Subhash, R., Jonah, L. y Solymos, P., 2017. Resource Selection: Resource Selection (Probability) Functions for Use-Availability Data. R package version 0.3-2. https://doi.org/10.1111/2041-210X.12432
  36. Villazón Camacho, E. E. 2017. Micropropagación in vitro de dos especies del género Rubus a partir de tres tipos de explantes. Ingeniero Agrónomo. Tesis de Pregrado. Universidad Agrario de Molina, Lima Perú
  37. Xavier, R., Natacha, T., Alexandre, H., Natalia, T., Frédérique, L., Jean-Charles, S. y Markus, Müller. 2011. Proc: an open-source package for R and S+ to analyze and compare ROC curves. BMC Bioinformatics, 12, p. 77. https://doi.org/10.1186/1471-2105-12-77
  38. Yánez, S., Tafur, V. y Rosero, L. 2017. Salvaguarda del germoplasma para manzana emilia (Malus communis l. Subsp. Reineta amarilla de blenheim) por cultivo de tejidos in vitro. La Granja. Revista de Ciencias de la Vida, 26(2): 52-63. https://doi.org/10.17163/lgr.n26.2017.05

Sistema OJS 3.4.0.3 - Metabiblioteca |