Efecto de diferentes sustratos en la aclimatación y costos de plantas micropropagadas de caña flecha (Gynerium sagitatum Aubl)

Effect of different substrates on adaptation of arrow cane (Gynerium sagitatum Aubl.) micropropagated plants

Con el fin de reducir los costos de adaptación ex vitro de plantas micropropagadas de caña flecha (Gynerium sagitatum Aubl.) cultivar “Criolla”, el efecto de tres sustratos (Turba, turba + arena y turba + cascarilla de arroz) sobre la supervivencia, el crecimiento y el costo de las plantas asociado al sustrato fueron evaluados. Las plantas fueron micropropagadas en medio MS semisólido adicionado con 0,5 mg L^-1 de BAP. Después de remover el medio de cultivo, las plantas fueron transferidas en bandejas plásticas de 72 alveolos dispensadas con la mezcla de sustrato respectiva. Las bandejas fueron cubiertas con tapas plásticas transparentes durante 3 días. Las plantas fueron mantenidas en una casa malla con polisombra del 50% de luminosidad y dos riegos diarios de 1 minuto cada uno por nebulización durante 8 semanas. El diseño utilizado fue el de bloques al azar, los datos fueron analizados con ANOVA y los promedios separados con la prueba de separación de medias de Tukey. Los resultados permitieron evidenciar que la mezcla de sustrato formada por turba + arena resultó en incrementos significativos en el porcentaje de supervivencia, altura de planta  y redujo en >35% el costo final de las plantas asociado al uso de sustrato durante la adaptación a las condiciones ex vitro.

1. Ahloowalia, B. and Savangikar, V. 2002. Low cost for energy and labor. In: Low cost options for tissue culture technology in developing countries. Proceedings of a Technical Meeting organized by the Joint FAO/IAEA Division of Nuclear Techniques in Food and Agriculture. Vienna August 2002, 26-30.
2. Artesanías de Colombia. 2019. Artesanías de Colombia. Colombia Artesanal. http://artesaniasdecolombia.com.co/PortalAC/General/template_index.jsf [04 de junio 2019]
3. Aziz, R.A., and Al-Taweel, S. 2019. Effect of plant growth retardants on stevia (stevia rebaudiana bertoni) acclimatization produced in vitro. Plant Archives 19(1): 1275-1284.
4. Bonilla, M.M., Sánchez, S.A. and Pachón, Jorge. 2015. Evaluación de sustratos orgánicos para la aclimatación y endurecimiento de vitroplantas de yuca (Manihot esculenta Crantz). Revista de Investigación Agraria y Ambiental 6(2): 31-36p. 10.22490/21456453.1402.
5. Contreras, M., Espinosa, N. and Owen, M. 1998. Variabilidad del contenido de humedad en los periodos de luna llena y menguante, densidad y contracción del tallo de la caña brava. Gynerium sagittatum Aubl. Revista Forestal Venezolana 42: 97-102.
6. Dias, K., Pereira. L., Barbosa, M., Souza, V., Magalhães, P., Dos, E., Hurtado-Salazar, A. and Pereira, D. 2018. Development and root morphology of passion fruit in different substrates. Revista Colombiana de Ciencias Hortícolas 12(2):514-520p. 10.17584/rcch.2018v12i2.7779
7. Espinosa-Reyes, a., Silva-Pupo, J., Bahi-Arevich., M. and Romero-Cabrera., D. 2019. Influence of in vitro plant size and substrate type on the acclimatization
8. George, P. and Manuel, J. 2013. Low cost tissue culture technology for the regeneration of some economically important plants for developing countries. International Journal of Agriculture Environment & Biotechnology 6(4): 703-711.
9. González, O. 1997. Situación de dos métodos de siembra por estacas de caña flecha (Gynerium sagittatum Aubl.) de la variedad ´Martinera´ en la región de Montelibano, Córdoba. Tesis Ingeniero Agrónomo, Universidad de Córdoba, Monteria. 74 p.
10. Gil, A., López, S. and López, A. 2017. Aclimatación de plántulas in vitro de Saintpaulia ionantha H. Wendl. (Gesneriaceae) “violeta africana’’ a condiciones de invernadero. Arnaldoa 24 (1): 343 – 350p. 10.22497/arnaldoa.241.24116
11. GRIN (Germplasm Resources Information Network). 2019. [Online Database].National Germplasm Resources Laboratory, Beltsville, Maryland. [6 de marzo de 2019]
12. Kadam, D.D., Chhatre, A.A., Lavale, S.A. and Shinde, N.A. 2018. Low-Cost Alternatives for Conventional Tissue Culture Media. International Journal of Current Microbiology and Applied Sciences 7(4): 2523-2529p. 10.20546/ijcmas.2018.704.288.
13. Kalliola, R., Puhakka, M. and Salo, J. 1992. Intraspecific variation and the distribution and ecology of Gynerium sagittatum (Poaceae) in the western Amazon. Flora (Jena) 86: 153-167.
14. Londra, P., Paraskevopoulou, A. and Psychogiou, M. 2018. Hydrological Behavior of Peat- and Coir-Based Substrates and Their Effect on Begonia Growth. Water 10(6): 722p. 10.3390/w10060722
15. López, C. and Suarez, I. 2018. In vitro arrow cane (Gynerium sagitatum Aubl.) multiplication in double phase medium. Revista de Ciencias Agrícolas 35 (2): 5-13p. 10.22267/rcia.183502.86
16. López, C. 2018. Micropropagación in vitro de tres variedades de caña flecha (Gynerium sagitatum Aubl.) Criolla, Criolla 1 y Martinera. Tesis Maestría en Biotecnología, Universidad de Córdoba, Montería.
17. Murashige, T. and Skoog, F. A. 1962. Revised medium for rapid growth and bioassay with tobacco tissue culture. Physiologia Plantarum 15(3): 473.
18. Palacios-Arriaga, A. and Prasad, N. 2019. Efecto de diferentes medios y sustratos en el enraizamiento y adaptación de rosa transgénica. Agronomía Mesoamerica 30(1):115-129p. 10.15517/am.v30i1.29541
19. Pascual, J., Ceglie, F., Tuzel, Y., Koller, M., Koren, A., Hitchings, R. and Tittarelli, F. 2018. Organic substrate for transplant production in organic nurseries. A review. Agronomy for Sustainable Development 38 (35): 1-23. 10.1007/s13593-018-0508-4
20. Pastrana, I. and Suarez, I. 2009. Producción de plantas de caña flecha (Gynerium sagittatum) 'Criolla' a través de micropropagación. Revista Temas Agrarios 14 (2): 4-13p. 10.21897/rta.v14i2.671
21. Pérez-Alonso, N., Capote, A., Pérez, A., Gómez, L. and Chong-Pérez, B. 2016. Efecto del sustrato en la aclimatización de plantas in vitro de Aloe vera L. Biotecnología Vegetal 16(3): 161-169
22. Pico, D. 2019. Aclimatación ex vitro de plantas micropropagadas de tres variedades (“Criolla”, “Martinera” y “Costera”) de caña flecha (Gynerium sagitatum Aubl.). Tesis Ingeniero Agrónomo, Universidad de Córdoba, Monteria. 42p.
23. Raghu, A.V., Gerald Martin, V. and Priya, S.P. 2007. Low Cost Alternatives for the Micropagation of Centella asiatica. Journal of Plant Sciences 2(6): 592-599. 10.3923/jps.2007.592.599
24. Sahu, J. and Kumar, R. 2013. A Review on Low Cost Methods for In Vitro Micropropagation of Plant Through Tissue Culture Technique. Journal of Pharmaceutical and Biosciences 1(1): 38-41p.10.20510/ukjpb/1/i1/91115
25. Suárez, I., Aramendiz, H. and Pastrana, I. 2009. Micropropagación de Caña Flecha (Gynerium sagittatum Aubl.). Revista de la Facultad Nacional de Agronomía 62(2): 5135-5143p. 10.14198/cdbio.2011.37.01
26. Suárez, I., Pastrana, I. and Rivera, H. 2013. Biotecnología Aplicada a la Caña Flecha (Gyneriumsagitatum Aubl.). Fondo Editorial Universidad de Córdoba, Montería, Colombia, p200.
27. Suárez, I. 2019a. Biotecnología Aplicada a la Caña Flecha. Memorias LVI Congreso Nacional y V Internacional de Ciencias Biológicas. Sociedad Colombiana de Ciencias Biológicas. Montería, mayo de 2019, p20-24.
28. Suarez, I. 2019b. Micropropagación de tres variedades de caña flecha (Gynerium sagitatum Aubl.) en medio doble fase. Memorias XVIII Congreso Nacional de Biotecnología y Bioingeniería. Sociedad Mexicana de Bioingeniería y Biotecnología. Guanajuato, 23-29 de junio.
29. Suarez, I., Pérez, C. and López, C. 2020. Micropropagación de Gynerium sagitatum Aubl. cvs "criolla,"costera" y "martinera". Revista Biotecnología en el Sector Agropecuario y Agroindustrial 18 (2):60-69. http://dx.doi.org/10.18684/bsaa(18)60-69
30. Verhagen, J. 2009. Stability of growing media from a physical, chemical and biological perspective. Acta Horticulturae 819: 135-142p. 10.17660/ActaHortic.2009.819.12
31. Walczak, R., Rovdan, E. and Witkowska-Walczak, B. 2002. Water retention characteristics of peat and sand mixtures. International Agrophysics 16(2): 161-165.
32. Waman, A.A., Smitha, G.R. and Bohra, P. 2019. A Review on Clonal Propagation of Medicinal and Aromatic Plants through Stem Cuttings for Promoting their Cultivation and Conservation. Current agriculture Research Journal 7(2): 122-138p. 10.12944/CARJ.7.2.01