Desarrollo de un protocolo para propagación in vitro de roble (Tabebuia rosea Bertol DC)

Development of an in vitro propagation protocol for roble (Tabebuia rosea Bertol DC)

Un avance en el desarrollo de un protocolo de micropropagación para plantas de roble (Tabebuia rosea) ha sido logrado con el fin de producir masivamente clones de esta especie. Para determinar el mejor tratamiento de desinfección superficial el efecto de tres concentraciones (1%, 2% y 3%) de hipoclorito de sodio con tres tiempos (5, 10 y 15 min) de exposición de los explantes consistentes de brotes axilares de 2-3 cm de longitud fueron evaluadas después de establecidos en medio ½ MS con (en mg L^-1) mio inositol (100), sacarosa (30,000), tiamina HCl (0.4) y TC agar (8,000) (Sigma Co.). Cinco tratamientos (0.00, 2.22, 4.44, 8.88, 17.76 µM BAP) fueron utilizados para determinar las mejores condiciones para la multiplicación, mientras que usando el mismo medio de establecimiento, el efecto de seis tratamientos (0.00, 1.35, 2.69, 4.03 y 5.37 µM ANA) fueron analizados para evaluar el enraizamiento in vitro de los brotes micropropagados. Los tratamientos fueron repetidos 15 veces y se distribuyeron usando un diseño completamente al azar. Brotes micropropagados con y sin enraizamiento in vitro fueron transferidos ex vitro. Hipoclorito de sodio al 3% durante 10 minutos fue el mejor tratamiento de esterilización superficial. La mejor tasa de multiplicación se obtuvo con 17.76 µM BAP mientras que el mayor enraizamiento ocurrió en presencia de 5.37 µM ANA. El enraizamiento in vitro fue necesario para la recuperación de plantas ex vitro donde se debe seguir trabajando para aumentar los porcentajes de recuperación mostrados.

1. Ahuja, M. 1992. Micropropagation of woody plants. Kluwer Academic Publishers, The Netherlands, 536p.
2. Abdelnour, E. y Muñoz, A. 1997. Micropropagación de especies forestales. X Congreso Forestal Nacional de Especies Forestales, San José de Costa Rica
3. Amutha, S.; Muruganantham, M. y Ganapathi, A. 2006. Thidiazuroninduced high-frequency axillary and adventitious shoot regeneration in Vigna radiata (l.) wilczek. In Vitro Cellular and Dvelopmental Biology – Plant 42(1):26-30
4. Avila, M. 2004. Eficiencia del hipoclorito de sodio como desinfectante superficial en segmentos nodales de roble (Tabebuia rosea), cedro (Cedrela odorata) y abarco (Cariniana pyriformis) a nivel in vitro. Tesis Ingeniero Agrónomo, Universidad de Córdoba, Montería
5. Biroscikova, M.; Spisakova, K.; Liptak, S.; Pichler, V. y Durkovic, J. 2004. Micropropagation of mature wych elm (Ulmus glabra Huds). Plant Cell reports 22(9):640-644
6. Bunn, E.; Senaratna, T.; Sivasithamparam, K. y Dixon, K. 2005. In vitro propagation of Eucalyptus phylacis L. Johnson and K. Hill, a critically endangered relict from Western Australia. In Vitro Cellular and Developmental Biology – Plant 41(6):812-815
7. Carrizosa, M.; Ramírez, C.; Guerrero, E.; Santamaría, L. y Hodson, E. 1994. Cultivo de tejidos para la propagación y mejoramiento de especies forestales. Memorias III Congreso de Especies Forestales, Bogotá, Universidad Javeriana, p547-559
8. Castro, D.; Díaz, G. y Linero, J. 2002. Propagación clonal in vitro de árboles élites de teca (Tectona grandis L.). Revista Colombiana de Biotecnología 4(1):49-53
9. Castro, D.; Díaz, J. y Murillo, M. 1999. Estrategias de trabajo para la multiplicación clonal in vitro de árboles adultos de Teca (Tectona grandis), Melina (Gmelina arborea) y Roble (Tabebuia rosea). Universidad Católica de Oriente, Rionegro, p16- 51
10. Chalupa, V. 2002. In vitro propagation of mature trees of Sorbus aucuparia L. and field performance of micropropagated trees. Journal of Forest Science 48:529-535
11. Colorado, A. 2003. Roble. Especie que reune la fuerza y belleza del bosque. Revista M & M - El Mueble y la Madera 41:13-19
12. CONABIO (Comisión Nacional Para el Uso y Conocimiento de la Biodiversidad). 2005. Tabebuia rosea. http:// www.conabio.gob.mx/ conocimiento/info_ especies/arboles/ doctos/11-bigno7m.pdf#search=%22 Tabebuia%20rosea%22. México, D.F. [Accedido: 08-25-2006]
13. Daquinta, M.; Ramos, L.; Capote, I.; Lezcano, Y.; Rodríguez, R.; Trina, D. y Escalona, M. 2001. Micropropagación de la teca (Tectona grandis L.F.). Revista Forestal Centroamericana 35:23-28
14. DNP (Departamento Nacional de Planeación). 2003. Documento CONPES 3237. Política de Estímulo a la Reforestación Comercial en Colombia: 2003-2006.
15. Departamento Nacional de Planeación, Bogotá, 20p. Gamboa, J. y Aldenour, A. 1999. Micropropagación de Melina (Gmelina arborea ROBX). Agronomía Costarricense 23:69-76
16. Iriondo, J.; De La Iglesia, M. y Pérez, C. 1995. Micropropagation of Eleagnus angustifolia from mature tress. Tree Physiology 15(10):691-693
17. Kane, M. 1996. Micropropagation from preexisting meristemos, En: Gray D y Trigiano R (Ed.) Plant Tissue Culture Concepts and Laboratory Exercises. CRC Press, Boca Ratón, p75-86
18. Lara, A.; Valverde, R.; Gómez, L. y Hidalgo A. 2003. Micropropagación de la planta medicinal Psycotria acuminata L. Agronomia Costaricense 27:7-20
19. Leifert, C. y Cassells, A. 2001. Microbial hazards in plant tissues and cell culture. In Vitro Cell and Developmental Biology-Plant 367:133-138
20. Murillo, O. 2004. Calidad y valoración de plantaciones forestales. Instituto Tecnológico de Costa Rica, Cartago, p7-9
21. Nadgauda, R. 1999. Application of tissue culture in clonal forestry programme. Proceedings International Tree Biotechnology Meeting, India, p4-8
22. Ndoye, M.; Diallo, I. y Gassama/Dia, Y. 2003. In vitro multiplication of the semiarid forest tree Balanities aegyptiaca L. African Journal of Biotechnology 2(11):421-424
23. Pruski, K.; Astatkie, T. y Nowak J. 2005. Tissue culture propagation of Mongolian cherry (Prunus fruticosa) and Nankin cherry (Prunus tormentosa). Plant Cell, Tissue and Organ Culture 82(2):207-211
24. Ramírez, O. y Gómez, M. 1999. Estimación y valoración económica del almacenamiento de carbono. Revista Forestal Centroamericana 27:8-12
25. Schoene, G. y Yeager, T. 2005. Micropropagation of sweet viburnum (Viburnum odoratissimum). Plant Cell, Tissue and Organ Culture 83(3):271-277
26. Suárez, I.; Schnell, R.; Kuhn, D. y Litz, R. 2005. Micrografting of ASBVdinfected avocado (Persea americana) plants. Plant Cell, Tissue and Organ Culture 80:179-185
27. Sudha, C.; Krishnan, P.; Pushpangadan, P. y Seeni, S. 2005. In vitro propagation of Decalepis arayalpathra, a critically endangered ethnomedicinal plant. In Vitro Cellular and Developmental Biology – Plant 41(5):648-654
28. Tiwari, S.; Tiwari, K. y Siril, E. 2002. An improved micropropagation protocol for teak. Plant Cell, Tissue and organ Culture 71:1-6
29. USDA-GRIN. 2006. ARS, National Genetic Resources Program, Germplasm Resources Information Network. National Germplasm Resources Laboratory, Beltsville, http:// www.ars-grin.gov/cgi-bin/npgs/html/ taxon.pl?105257. [Accedido:10-04- 2006]
30. Viloria, Z. 1993. Cultivo in vitro de nudos de guayaba (Psidium guajaba L.). Universidad del Zulia, Maracaibo, 35p